在现代羊产业体系中，种公羊的繁殖性能是决定育种成效的关键因素，一头优质种公羊通过人工授精技术可覆盖数百头甚至数千头母羊，其精液质量、性欲强度及配种能力直接影响羊群的繁殖效率与品种改良进程[1]。而公羊的繁殖潜力不仅影响羔羊数量，还影响羔羊的初生重[2]。中国拥有丰富的绵羊遗传资源，种类繁多[3]。有分子遗传学研究表明，在绵羊驯化过程中，部分与生殖有关的基因发生了一系列的正向选择，这一选择过程不仅显著提高了绵羊的繁殖效率和后代存活率，还逐渐演化为系统性的遗传改良路径。而这种遗传改良的推进，既推动了绵羊逐渐适应人工的饲养环境，更为绵羊后期的品种专门化奠定了一定的基础[4,5]。小尾寒羊原产于鲁西南地区，现广泛分布于山东、河北、河南、皖北和苏北等地区，属肉裘兼用型地方品种[6]。其兼具体型硕大、生长迅速、适应性强、肉品质好、多胎高产、繁殖性能高等突出特点，成为研究绵羊生殖遗传机制的理想模型。目前，有关小尾寒羊繁殖性能的研究主要聚焦在母羊常年发情、多胎多产、不同的营养水平和养殖条件等方面[7-9]，而对公羊繁殖力的系统性研究却较少。睾丸作为雄性动物的核心功能器官，通过协调生殖细胞生成与激素分泌的双重生理机制发挥关键作用[10]。其中，雄性激素不仅对精子形成过程具有调控功能，更是保障雄性个体生殖潜能的核心生物活性物质，它可以通过下丘脑-垂体-性腺轴调控精子发生周期、附睾精子成熟以及维持生殖系统各组织器官的正常运作，而在雄激素合成过程中的限速酶有很多，CYP17A1便是其中之一[11]。
CYP17A1是一种催化孕酮类化合物生成雄激素类化合物的关键酶[12]，同时作为性腺类固醇激素、孕激素及糖皮质激素生物合成的关键限速酶，多在性腺中表达，其活性和表达在调控性腺发育、生殖细胞分化、第二性征维持以及雄激素生物合成等方面具有关键作用。CYP17A1可以通过其双重酶活性，直接调控雄激素前体的生成，是性腺和肾上腺雄激素合成的“分子开关”[13]。张远等[14]研究显示，CYP17A1基因敲低显著抑制睾丸间质细胞中睾酮合成、睾丸发育和细胞增殖相关基因的表达，并抑制细胞增殖，提示CYP17A1基因可能参与调控睾酮合成和睾丸发育。尽管已有研究揭示了CYP17A1在模式动物中的基本功能，但其在小尾寒羊睾丸发育中的表达特征及其对精子发生的影响机制尚未明确。目前针对小尾寒羊CYP17A1基因的研究多局限于转录组学测序[15]，缺乏从基因表达、蛋白结构预测、组织中表达量的多维度验证，更未见其与睾丸发育时序性的系统解析。因此，明确CYP17A1基因对小尾寒羊雄激素合成以及睾丸发育和精子发生的影响，对于提高小尾寒羊公羊繁殖力，进而保持养羊业的可持续发展具有重要意义。
为解析绵羊CYP17A1基因的分子生物学特性，明确其功能及表达规律，本研究采用生物信息学方法对CYP17A1基因的 CDS区序列进行分析，同时通过构建分子进化树揭示其种系遗传规律。采用实时荧光定量PCR（Real-time quantitative PCR, qRT-PCR）与蛋白免疫印迹（Western Blot）方法系统检测CYP17A1基因在小尾寒羊不同发育阶段的睾丸组织中的表达差异，以期为后续深入研究CYP17A1影响小尾寒羊睾丸发育调控机制提供基础，进而为提高绵羊公羊繁殖力提供数据支撑。
1 材料与方法
1.1 试验材料
2024年3月，选取2月龄（性成熟前）、6月龄（性成熟）及12月龄（体成熟）3个发育阶段的健康纯种雄性小尾寒羊各3只，通过手术摘取单侧睾丸组织后，将样本剪切成3～5 cm条状，经液氮快速冷冻处理后转移至实验室-80 ℃冰箱长期保存。本研究所用动物试验方案均严格遵循《实验动物伦理审查指南》，实验设计及流程已获沈阳农业大学动物科学与医学学院动物伦理审查委员会的批准（伦理审查批准号为24031403）。
1.2 分子特征分析
利用NCBI网站查询绵羊与其他物种CYP17A1基因CDS区序列，通过DNAMAN软件完成多重序列比对以评估种间同源性，并运用Mega11.0进行系统发育进化树的构建。同时基于在线生物信息学平台开展蛋白理化参数预测及功能结构域解析，研究探索绵羊CYP17A1蛋白的分子特性与潜在生物学功能，所用软件网址及其功能见表1。
表1 绵羊CYP17A1蛋白生物信息学在线分析预测软件及其网址Table 1 Online bioinformatics analysis software for sheep CYP17A1 protein and their website URLs |
| 软件Software | 网址Website URL | 功能Function |
|---|---|---|
| Expasy | http://web.expasy.org/protparam/ | 理化性质分析 |
| SignalP | https://services.healthtech.dtu.dk/services/SignalP-6.0/ | 信号肽预测 |
| TMHMM | https://services.healthtech.dtu.dk/service.php TMHMM-2.0 | 跨膜结构域预测 |
| NetPhos | https://services.healthtech.dtu.dk/services/NetPhos-3.1/ | 磷酸化位点预测 |
| DictyOGlyc | https://services.healthtech.dtu.dk/services/DictyOGlyc-1.1/ | O-（α）-GlcNAc糖基化位点预测 |
| NetNGlyc | https://services.healthtech.dtu.dk/services/NetNGlyc-1.0/ | N-糖基化位点预测 |
| Prabi | https://npsa-prabi.ibcp.fr/cgi-bin/npsa_automat.pl page=/NPSA/npsa_server.html | 二级结构预测 |
| SWISS-MODEL | https://swissmodel.expasy.org/ | 三级结构预测 |
| PSORT Ⅱ | https://psort.hgc.jp/form2.html | 亚细胞定位 |
1.3 qRT-PCR
1.3.1 总RNA提取及cDNA合成
取100 mg的组织样本，用液氮研磨至粉状后加入EP管中。加入1mL RNAiso Plus裂解液，涡旋振荡1 min后在冰盒中静置10 min，于4 ℃、12000 r/min，离心15 min，吸取800 μL上清液转移至新EP管中。加入200 μL预冷氯仿（体积比4∶1）进行液相分离，剧烈振荡1 min，静置5 min，4 ℃、12000 r/min离心15 min。沿管壁平缓移取400 μL上清至无菌离心管，按1∶1体积比加入冰异丙醇进行核酸沉淀。混合液经冰盒静置10 min后，于4 ℃、12000 r/min、离心15 min，弃除液相后，采用1 mL 75%乙醇溶液（DEPC水配制）实施两次梯度清洗，每次均以8000 r/min离心5 min。沉淀物经室温控温干燥5～10 min达到适宜溶解状态后，加入30 μL DEPC水，最终将纯化RNA产物分装并冻存于-20 ℃超低温环境备用。
测定RNA浓度及OD260/OD280值，使用10 g/L琼脂糖凝胶电泳测定RNA的完整性。cDNA合成试剂盒购自TaKaRa公司，并根据说明书严格进行操作。建立10 μL反应体系：取2 μg RNA作为模板，加入5×gDNA Eraser Buffer 2μL、gDNA Eraser 1 μL，剩余体积用无菌无酶水补满至10 μL，混匀后在仪器上反转录合成cDNA。反应程序设置为37 ℃ 15 min，85 ℃ 5 s，立即进行冰浴终止酶活。随后加入4 μL 5×PrimeScript Buffer 2、1 μL RT Primer Mix、1 μL PrimeScript RT Enzyme Mix I及4 μL RNase-free水，建立20 μL反转录体系。反应程序设定为37 ℃ 15 min完成逆转录反应，85 ℃ 5 s灭活逆转录酶，最终产物保存于-20 ℃备用。
1.3.2 引物设计与合成
根据NCBI公布的绵羊CYP17A1基因序列（Gene ID: 493968），同时选取β-actin作为内参基因（Gene ID: 443340），应用Primer Premier 5.0软件设计CYP17A1基因qRT-PCR引物，引物信息见表2。并委托生工生物工程（上海）股份有限公司合成。
表2 引物信息Table 2 Primer information |
| 基因名称 Gene names | 引物序列（5′→3′） Primer sequence | 退火温度 Annealing temperature/℃ | 产物片段长度 Product fragment length/bp |
|---|---|---|---|
| CYP17A1 | F：CACCAGAGACTCCATCACTAACTTG; R：GCGAGCATGTGTCTGTTTGAAAGC | 60 | 120 |
| β-actin | F：CCATCGGCAATGAGCGGTTCC; R：CGTGTTGGCGTAGAGGTCCTTG | 60 | 146 |
1.3.3 qRT-PCR
采用ChamQ Universal SYBR qPCR Master Mix进行实时定量PCR检测，严格按照说明书操作，建立20 μL反应体系：cDNA模板2 μL（稀释至50 ng/μL），上下游引物各0.4 μL（10 μmol/L），SYBR Green PCR Master Mix 10 μL，RNase free water 7.2 μL。qRT-PCR反应条件为：预变性95 ℃ 30 s，变性95 ℃ 5 s，退火60 ℃ 10 s，延伸72 ℃ 20 s，循环数30。
1.4 Western Blot
选取100 mg动物组织样本置于匀浆器中，在预冷条件下加入适量裂解液、蛋白酶抑制剂和磷酸酶抑制剂进行机械匀浆处理，随后在冰浴条件下裂解30 min（间隔10 min混匀），4 ℃、12000 r/min离心900 s后吸取上清液避免触碰沉淀层。采用BCA蛋白浓度测定试剂盒对收集的上清液进行定量分析和浓度测定。电泳体系采用7.5%丙烯酰胺凝胶电泳系统，分离胶由单体储备液2.7 mL、缓冲体系2.7 mL及催化体系（10%APS 60 μL与TEMED）按既定比例配制，浓缩胶由0.75 mL胶体溶液、0.75 mL缓冲液及15 μL改良促凝剂组成。将分离胶与经甲醇溶液预处理的PVDF膜精确对位组装转印三明治结构，400 mA电转25 min，用无蛋白封闭液震荡封闭10 min，TBST缓冲液洗涤3次。采用CYP17A1特异性一抗与内参β-actin抗体（均购自爱博泰克生物科技有限公司，以1∶1000进行稀释）于4 ℃振荡孵育12 h，TBST严格洗膜3次（10 min/次）。随后与HRP标记二抗室温反应1 h并完成洗膜流程。采用ECL超敏化学发光液进行多级曝光采集信号，用Image J软件进行条带灰度值定量分析。
1.5 数据统计与分析
本研究所有数据均采用SPSS Statistics 26.0统计并进行单因素方差分析（One-way ANOVA），采用Duncan多重比较法（Duncan's multiple range test, DMRT）进行组间显著性检验，试验数据以平均数±标准误呈现。根据Fisher显著性检验标准，设定显著性阈值为：P<0.05表示差异显著；P<0.01表示差异极显著。
2 结果与分析
2.1 CYP17A1基因CDS区相似性比对及其进化树构建
本研究采用DNAMAN生物信息学工具对NCBI数据库中绵羊CYP17A1基因编码区（CDS）进行跨物种同源性分析，比对物种涵盖偶蹄目（山羊、牛、白尾鹿）、奇蹄目（马、驴）、食肉目（猫、犬）、兔形目（兔）及啮齿目（鼠）等11个哺乳动物物种（表3）。系统发育分析显示，绵羊与山羊CYP17A1基因CDS区序列同源性最为显著，相似度达99.15%，其次为牛、白尾鹿，相似性均在95%以上，而在所选范围内相似性最低的物种为鼠，其相似性仅为72.09%。根据在NCBI网站上获取的以上物种的CYP17A1基因CDS区序列，使用MEGA11软件构建系统进化树，设置Bootstrap重复检验1000次以评估分支可靠性，如图1所示。
表3 绵羊CYP17A1基因CDS区序列与其他物种的相似性Table 3 Similarity of the sheep CYP17A1 gene CDS region sequence with other species |
| 物种名 Species name | NCBI登录号 NCBI login number | 相似性 Similarity/% |
|---|---|---|
| 山羊Capra hircus | NM_001314145.1 | 99.15 |
| 牛Bos taurus | NM_174304.3 | 96.93 |
| 白尾鹿Odocolieus virginianus | XM_020897894.2 | 96.27 |
| 猪Sus scrofa | NM_214428.1 | 85.62 |
| 驴Equus asinus | XM_014852085.3 | 82.94 |
| 马Equus caballus | NM_001082523.1 | 82.75 |
| 猫Felis catus | NM_001009371.2 | 82.75 |
| 犬Canis lupus familiaris | XM_038440431.1 | 81.76 |
| 智人Homo sapiens | NM_000102.4 | 80.26 |
| 兔Oryctolagus cuniculus | XM_002718585.5 | 77.91 |
| 鼠Mus musculus | NM_007809.3 | 72.09 |
2.2 CYP17A1蛋白理化性质分析及结构预测
2.2.1 CYP17A1蛋白理化性质分析
利用ProtParam在线软件预测绵羊CYP17A1蛋白的理化性质发现，其蛋白分子式（Formula）为C2605H4140N696S15，分子质量（Molecular weight）为57386.65 Da，总原子数（Total number of atoms）为8187个，理论等电点（Theoretical pI）为8.60。根据NCBI提供的信息，解析绵羊CYP17A1基因编码区（CDS）的分子特征，该区域由1576个核苷酸构成，可翻译生成509个氨基酸多肽链。如表4所示，氨基酸组成分析显示，亮氨酸（Leu）以13.8%的占比成为丰度最高的残基，而半胱氨酸（Cys）为最低值仅占1.0%。蛋白质理化性质计算表明，该蛋白含有54个酸性氨基酸残基（天冬氨酸Asp+谷氨酸Glu）和58个碱性氨基酸残基（精氨酸Arg+赖氨酸Lys）。根据国际氨基酸分类标准，疏水性残基（丙氨酸A、异亮氨酸I、亮氨酸L、苯丙氨酸F、色氨酸W、缬氨酸V）累计达199个，极性残基（天冬酰胺N、半胱氨酸C、谷氨酰胺Q、丝氨酸S、苏氨酸T、酪氨酸Y）总数为118个，这种组成特征提示该蛋白可能具有跨膜结构域或特定功能位点。CYP17A1蛋白的不稳定指数（Instability index）为23.63，属于稳定蛋白；脂肪系数（Aliphatic index）为102.89，半衰期为30 h，蛋白质的总平均亲水性（Grand average of hydropathicity，GRAVY）预测为-0.105，结合ProtScale在线软件预测绵羊CYP17A1蛋白亲/疏水性，推测该蛋白具有轻微亲水性。
表4 绵羊CYP17A1蛋白氨基酸组成Table 4 Amino acid composition of sheep CYP17A1 protein |
| 氨基酸Amino acid | 数量Quantity | 比例Proportion/% |
|---|---|---|
| 丙氨酸 Ala（A） | 32 | 6.3 |
| 精氨酸 Arg（R） | 22 | 4.3 |
| 天冬酰胺 Asn（N） | 25 | 4.9 |
| 天冬氨酸 Asp（D） | 24 | 4.7 |
| 半胱氨酸 Cys（C） | 5 | 1.0 |
| 谷氨酰胺 Gln（Q） | 23 | 4.5 |
| 谷氨酸 Glu（E） | 30 | 5.9 |
| 甘氨酸 Gly（G） | 27 | 5.3 |
| 组氨酸 His（H） | 15 | 2.9 |
| 异亮氨酸 Ile（I） | 36 | 7.1 |
| 亮氨酸 Leu（L） | 70 | 13.8 |
| 赖氨酸 Lys（K） | 36 | 7.1 |
| 蛋氨酸 Met（M） | 10 | 2.0 |
| 苯丙氨酸 Phe（F） | 27 | 5.3 |
| 脯氨酸 Pro（P） | 28 | 5.5 |
| 丝氨酸 Ser（S） | 35 | 6.9 |
| 苏氨酸 Thr（T） | 23 | 4.5 |
| 色氨酸 Trp（W） | 7 | 1.4 |
| 酪氨酸 Tyr（Y） | 7 | 1.4 |
| 缬氨酸 Val（V） | 27 | 5.3 |
2.2.2 CYP17A1蛋白结构预测
通过SignalP 6.0在线软件预测绵羊CYP17A1蛋白亚细胞定位。结果显示，绵羊CYP17A1蛋白主要位于细胞质（69.6%）、线粒体（21.7%）和细胞外包括细胞壁（8.7%）中。跨膜结构分析（TMHMM 2.0）证实其无跨膜结构域（图2A），信号肽检测（PSORTⅡ）结果未发现典型的分泌信号序列（图2B）。翻译后修饰预测显示，NetPhos3.1分析鉴定了35个潜在磷酸化位点（Ser-24、Thr-9、Tyr-2）（图2C）；糖基化分析未见O-糖基化修饰（DictyOGly，图2D），存在3个N-糖基化位点（NetOGlyc 4.0，图2E）。结构预测结果显示：SOPMA二级结构分析表明CYP17A1蛋白由α-螺旋（44.20%）、无规则卷曲（41.06%）、延伸链（10.81%）及β-转角（3.93%）组成（图2F），与SWISS-MODEL构建的三维模型（图2G）的结果呈现高度一致性。STRING互作网络分析揭示CYP17A1蛋白与同为CYP家族的成员CYP11A1、CYP11B1、CYP19以及HSD3B1等类固醇合关键酶存在潜在功能关联（图2H）。
图2 绵羊CYP17A1蛋白生信分析结果 Fig. 2 Bioinformatics analysis results of sheep CYP17A1 protein |
2.3 CYP17A1基因在小尾寒羊不同月龄睾丸中的表达量
CYP17A1基因在小尾寒羊2月龄、6月龄和12月龄均有表达，2月龄阶段相对表达量水平达到峰值(1.50±0.05)，6月龄下降至(1.15±0.5)，至12月龄极显著降低至[(0.42±0.12)，P<0.01]，其中2月龄睾丸中CYP17A1基因表达量约是6月龄的1.3倍，是12月龄的3.57倍，6月龄是12月龄的2.73倍，见图3。
图3 CYP17A1基因在不同月龄小尾寒羊睾丸中的相对表达量 Fig. 3 Relative expression levels of the CYP17A1 gene in testes of young sheep at different ages |
2.4 CYP17A1蛋白在小尾寒羊不同月龄睾丸中的表达量
图4 CYP17A1蛋白在不同月龄睾丸中的Western Blot灰度图Fig. 4 Western blot grayscale images of CYP17A1 protein in testes of different ages |
3 讨论
CYP17A1作为一种关键的类固醇生成酶，在性激素的生成中起着关键作用[16]，其分子特征与功能密切相关。本研究通过生物信息学分析表明，绵羊CYP17A1基因编码区（CDS）由1576个核苷酸构成，可翻译生成509个氨基酸多肽链，蛋白分子式为C2605H4140N696S15，分子量为57.39 kDa，理论等电点8.60，与反刍动物山羊（99.15%）、牛（96.93%）和白尾鹿（96.27%）的序列相似性最高，表明该基因在进化过程中具有高度保守性，这可能与其在类固醇激素合成中的核心功能有关。系统发育树进一步证实，绵羊CYP17A1与山羊、牛等反刍动物聚为一支。从蛋白结构与功能来看，二级结构预测显示α-螺旋（44.20%）和无规卷曲（41.06%）为主要构象，与人类CYP17A1晶体结构（PDB ID: 3RUK）中α-螺旋主导的特征一致[17]，提示其催化口袋可能由α-螺旋形成的疏水腔构成。互作网络分析进一步揭示CYP17A1与CYP11A1、HSD3B1、STAR等类固醇合成关键蛋白存在强关联，印证了其在类固醇生成酶级联反应中的枢纽地位[18]。从蛋白理化性质来看，CYP17A1属于稳定蛋白（不稳定指数23.63），具有轻微亲水性（GRAVY=-0.105），这与多数膜结合酶的疏水性特征存在差异，可能与其亚细胞定位相关[19]。亚细胞定位预测显示，CYP17A1主要分布于细胞质（69.6%）和线粒体（21.7%），这一结果符合其在滑面内质网中催化孕烯醇酮转化为雄烯二酮的经典代谢途径[20]。尽管CYP17A1缺乏信号肽和跨膜结构，但其通过N端疏水锚定域与内质网膜结合的特性已被广泛证实，这可能是生物信息学工具未能识别其跨膜结构的原因。此外，CYP17A1蛋白存在35个磷酸化位点（24个Ser、9个Thr、2个Tyr）和3个N-糖基化位点，说明其活性可能受翻译后修饰调控。已有研究表明，CYP17A1的磷酸化可通过激活PKA信号通路增强其17α-羟化酶活性[21]，而糖基化修饰则可能影响其与细胞色素P450还原酶的电子传递效率[22]。但CYP17A1翻译后修饰位点的功能、与HPG轴激素的关联及调控因子的作用，仍需后续试验验证。
从表达调控角度来看，本研究发现CYP17A1在小尾寒羊睾丸中的表达呈现显著的年龄依赖性下降趋势，2月龄、6月龄、12月龄的mRNA表达量依次降低（1.5→1.15→0.51），蛋白表达量同步递减（1.53→1.17→0.62）。这一趋势与牛睾丸发育研究结果相似：Li等[23]研究发现，荷斯坦公牛CYP17A1在性成熟前（4月龄）表达量最高，性成熟后（12月龄）显著下降，可能与睾酮合成需求随发育阶段变化有关。在啮齿类动物中呈现相反规律，如小鼠睾丸CYP17A1在青春期（6周龄）表达量显著高于幼年期（3周龄）[24]。对于反刍动物而言，性成熟前（2月龄）睾丸处于快速发育期，需要大量雄激素驱动生精小管形成和间质细胞增殖，此时CYP17A1的高表达可满足前体激素合成需求；而性成熟后（6月龄）精子发生进入稳态，雄激素主要通过负反馈抑制下丘脑-垂体轴来维持平衡[25]。这一过程中，LH/FSH信号通路发挥核心调控作用：黄体生成素（Luteinizing hormone，LH）主要作用于睾丸间质细胞（Leydig cells of the testis，LCs），与黄体生成素受体（Luteinizing hormone receptor，LHR）结合后激活cAMP-PKA信号通路，促进CYP17A1等甾体合成酶基因的转录激活，进而推动睾酮合成[26]；而促卵泡生成素（Follicle-stimulating hormone，FSH）虽主要调控生精上皮发育，但可通过上调支持细胞分泌的胰岛素样生长因子-1（IGF-1），间接增强LH对间质细胞CYP17A1表达的调控效应，这一机制在藏绵羊研究中已得到证实，其睾丸中CYP17A1表达量与FSH受体（FSHR）表达呈显著正相关[27]。Israel等[28]研究表明，LCs内存在一系列高度特异性的甾体酶系，它们按照一定的规律分布于线粒体、光面内质网等细胞器，在HPT轴的调控下适时分泌睾酮，维持动物机体发育和生殖需求，这可能是CYP17A1表达下调的重要原因。此外，绵羊胎儿性腺发育研究表明，在绵羊胎儿性腺类固醇生成启动阶段，SF-1（LH信号通路下游关键转录因子）即可调控CYP17A1表达，且其表达时序与睾酮合成起始时间高度吻合，提示LH信号通路对CYP17A1的调控具有发育阶段特异性[29]。12月龄（体成熟）睾丸中CYP17A1仍保持基础表达水平，提示其在维持成年雄性基础睾酮分泌中具有持续作用，这与人类研究中CYP17A1缺陷导致先天性肾上腺增生症的临床表型一致[30]。此外，蛋白表达量的降幅略低于mRNA水平（2月龄至12月龄mRNA下降59.3%，蛋白下降59.5%），说明转录后调控可能参与CYP17A1表达稳态的维持。结合LH/FSH信号通路分析，这种转录后调控可能与信号通路介导的翻译后修饰有关，如LH可通过激活蛋白激酶A，促进CYP17A1蛋白的磷酸化修饰，增强其蛋白稳定性，从而减弱mRNA下调对蛋白表达的影响，这一机制在反刍动物类固醇合成调控中较为普遍[26]。综上所述，本研究初步揭示了CYP17A1基因在小尾寒羊睾丸发育中的动态表达规律及其分子特征，通过研究CYP17A1表达水平，可能为种公羊性成熟状态评估提供指导意义，但对于小尾寒羊睾酮合成的机制和睾丸发育的具体特征还需要进一步研究。虽然目前对于CYP17A1基因的研究还涉及黔北麻羊[31]、锦鲤[32]等不同物种，以及超数排卵[33]、基因突变[34]等不同研究方向，但其具体的功能与作用机制还需后续更精准深入地研究。
4 结论
绵羊CYP17A1基因CDS区序列长1576 bp，共编码509个氨基酸，结构预测鉴定出35个潜在磷酸化位点（24个Ser、9个Thr、2个Tyr）和3个N - 糖基化位点，未检测到O - 糖基化修饰。CYP17A1在小尾寒羊睾丸发育的不同时期表达存在差异，表明CYP17A1基因在小尾寒羊睾丸发育中发挥作用，且后续可进一步开展基因翻译后修饰（磷酸化、糖基化）的功能验证，并结合下丘脑-垂体-性腺轴调控通路，探究其影响睾丸发育的精准分子机制，同时拓展该基因在不同品种绵羊中的多态性分析，为绵羊繁殖性状的遗传改良提供更全面的科学依据。
