畜禽腹泻是全球畜牧业的重大健康挑战，其高发病率导致生长受阻、饲料转化率下降及死亡率攀升，造成巨额经济损失。传统依赖抗生素的防治策略面临严峻局限，全球90%抗生素用于食用动物，直接导致耐药菌扩散及药物残留[1,2]。经丹麦、英国、法国等国家研究证实，抗菌药用量与大肠杆菌耐药性呈强正相关，且耐药基因岛在动物源弯曲菌中流行，可能经食物链传播至人类[3]。肠道微生态系统被视为畜禽消化、代谢与免疫稳态的核心调控枢纽，其组成受遗传、分娩、母源及环境等多因素影响。有研究表明，畜禽肠道菌群失调会削弱黏肠道液屏障、下调紧密连接蛋白、诱发低度炎症并扰乱水电解质转运，最终触发渗透性、分泌性或出血性腹泻[4]。在此背景下，本文系统梳理了畜禽肠道菌群的组成功能，分析菌群失调与腹泻之间的关系，探究其产生的作用机制，并提出相关精准干预策略，为畜禽腹泻减少抗生素使用、保障肠道健康与实现可持续养殖提供理论支持。
1 畜禽肠道菌群概述
1.1 肠道菌群的组成与定植
畜禽肠道菌群主要由厚壁菌门（Firmicutes）、拟杆菌门（Bacteroidetes）、变形菌门（Proteobacteria）和放线菌门（Actinobacteria）四大核心菌门构成，其相对丰度及代表性菌属具有显著的物种特异性。厚壁菌门在家禽中以乳酸杆菌属（Lactobacillus）和罗姆布茨菌属（Romboutsia）为主，在牛中则以瘤胃球菌科成员为优势类群，而猪肠道中则以乳酸杆菌属和狭义梭菌属（Clostridium sensu stricto）为代表[5,6]。拟杆菌门在断奶仔猪中丰度较高，其典型菌属包括拟杆菌属（Bacteroides），而变形菌门在新生阶段中占比较高，以肠杆菌科（Enterobacteriaceae）为特征[7]。放线菌门则以双歧杆菌属（Bifidobacterium）为代表，尤其在哺乳期动物中发挥重要代谢功能[8]（图1）。
菌群的定植过程始于出生阶段，其母体分娩方式对初始菌群的获取起到决定性影响。自然分娩的幼畜通过母体阴道接触获得以乳酸杆菌属、普雷沃菌属为主的微生物群落，而剖腹产个体则主要定植于环境菌[9-10]。菌群的母源传递可通过多种途径实现，如母猪的阴道分泌物、初乳及粪便微生物直接贡献了仔猪早期肠道菌群，其中乳酸杆菌属可经母乳垂直传递给幼畜；类似地，奶牛通过肠道-乳腺轴将微生物经乳汁传递给犊牛（图2），禽类胚胎则通过卵白携带母源微生物定植[11,12]。卫生条件、抗生素使用及管理操作等一些早期环境因素会进一步扰动定植进程。如抗生素处理的新生仔猪表现为厚壁菌门中瘤胃球菌科丰度下降，而变形菌门增加，同时伴随免疫基因表达抑制[13]。畜禽肠道菌群的组成与定植受宿主遗传、分娩方式、母源微生物输入及早期环境暴露等多层次因素的动态调控有关，这些过程共同塑造了菌群结构的个体差异与核心稳定性。
1.2 肠道菌群的主要功能
畜禽肠道菌群是动物消化道内复杂的微生物生态系统，其功能涵盖营养代谢、屏障保护、免疫调节及肠道动力与黏膜发育等多个方面。在营养代谢方面，肠道菌群通过发酵宿主难以消化的膳食纤维产生短链脂肪酸，其中双歧杆菌（Bifidobacterium）、苏特拉氏菌（Sutterella）和布拉氏菌（Blautia）等菌属主导乙酸的合成，而丙酸杆菌（Propionibacterium）和丁酸梭菌（Clostridium butyricum）则分别负责丙酸与丁酸的生成；短链脂肪酸（Short-chain fatty acids，SCFAS）不仅为宿主肠上皮细胞提供能量，还通过激活GPR41/GPR43受体调节宿主葡萄糖稳态与脂质代谢，如丁酸通过cAMP依赖机制促进肠道葡萄糖异生，丙酸则通过肠-脑神经回路调控能量平衡[14-16]。
1.3 影响畜禽肠道菌群的因素
2 肠道菌群失调与腹泻的病理关系
2.1 肠道菌群失调的定义与类型
肠道菌群失调（dysbiosis）是指肠道微生物生态失衡，其表现为菌群多样性下降、结构紊乱及功能异常，导致保护性菌群与有害菌群平衡破坏。Pires等[36]指出，分类失调表现为微生物物种组成失衡，如乳酸杆菌和双歧杆菌等有益菌减少，而大肠杆菌、沙门氏菌及梭菌等条件致病菌过度增殖；功能失调则体现为代谢产物异常，如SCFAs合成减少，而脂多糖（Lipopolysaccharides，LPS）等有害代谢物增加（图4）。Wu等[37]对腹泻牦牛的研究进一步证实，腹泻组致肠道屏障损伤和免疫失衡。Zhang等[38]通过抗生素诱导鸡肠道菌群失调模型，发现变形菌门（Proteobacteria）增殖导致代谢组学紊乱，SCFAs合成基因表达受抑，同时脂质生成相关有害代谢物积累，易加剧腹泻发生。
图4 大肠杆菌-志贺氏菌、克雷伯氏菌和变形杆菌之间的相关网络以及差异代谢物［36］ Fig. 4 Correlation network and differential metabolites among escherichia coli–shigella， klebsiella and proteus |
2.2 导致菌群失调和腹泻的主要诱因
2.3 菌群失调引起腹泻的主要机制
畜禽肠道菌群失调引起的动物腹泻机制涉及多维度因素的相互作用。Sarmento等[49]指出，肠道菌群失调（dysbiosis）定义为宿主微生物环境的病理性改变，主要表现为有益微生物丧失、病原体扩增及微生物多样性降低。Hamed等[50]发现肠道菌群失调时，致病性大肠杆菌、产气荚膜梭菌等条件致病菌，可激活肠上皮细胞Fas/FasL凋亡通路，破坏黏膜屏障，直接诱发渗透性腹泻。仔猪ETEC感染模型中，ETEC借菌毛F41黏附肠上皮，其分泌的溶血素上调FasL表达；FasL与Fas受体结合后激活caspase-8/caspase-3级联反应，使肠上皮细胞凋亡率从5%升至22%，肠道通透性增加30%，引发水电解质吸收障碍；用Fas抗体阻断该通路，仔猪腹泻率降低45%[51]。肉鸡坏死性肠炎模型中，产气荚膜梭菌α毒素以类似机制激活Fas/FasL通路，致盲肠上皮凋亡、绒毛断裂，与TLR4/NF-κB通路协同加剧损伤；补充丁酸梭菌可下调FasL，将凋亡率控制在8%内，缓解腹泻[52]。该通路靶向肠上皮存活，是致病菌致腹泻的关键启动环节。从诱因分析，刘力等[53]指出抗生素滥用是畜禽菌群失调的主要驱动因素，其通过摧毁微生物屏障、促进耐药菌株增殖，破坏微生态平衡。以沙星类药物为例，我国畜牧业年用量达6000 t，导致多重耐药沙门氏菌株广泛存在，进一步加剧肠道稳态失衡[53]。
应激因素为核心诱因，Siddiqui等[54]指出畜禽肠道菌群可通过神经、内分泌及免疫途径调控中枢神经系统，进而影响肠道功能，其中“菌群代谢物-迷走神经”“菌群-LPS-HPA轴”是两条关键信号通路，在畜禽应激性肠道紊乱中起主导作用。仔猪断奶应激致菌群失调（乳杆菌减、大肠杆菌增），菌群产生的LPS入血激活HPA轴，皮质酮增多，通过β2-肾上腺素受体抑制肠上皮增殖，使绒毛高度降低15%；补充罗伊氏乳杆菌可调节菌群减少LPS入血，其代谢物乙酸激活迷走神经，抑制HPA轴过度激活，恢复皮质酮水平，缓解肠道损伤；禽类热应激致盲肠菌群多样性降、γ-氨基丁酸（Gama-aminobutyric acid，GABA）减，GABA不足使肠道排空慢30%，食糜滞留加重菌群失衡，补充产GABA植物乳杆菌可恢复肠道动力，降腹泻率[55-57]。该轴揭示双向调控机制，为益生菌+环境调控等综合干预提供依据。Ringseis等[58]补充认为此类菌群失调可致紧密连接破坏、肠通透性增加，加速病原体及毒素易位，菌群失调导致黏液层结构破坏[58]。Van等[59]发现Muc2基因敲除小鼠自发结肠炎，证明黏液屏障完整性对预防炎症不可或缺。
3 基于肠道菌群调控的腹泻防治策略
3.1 微生态制剂
目前多项meta分析及系统评价显示微生态制剂对畜禽肠道健康的调控效果存在差异[64-66]。益生菌中，乳酸杆菌属与芽孢杆菌属可降低仔猪断奶腹泻率20%～30%，芽孢杆菌属抗逆性更优，枯草芽孢杆菌PB6改善仔猪坏死性肠炎效果优于乳酸杆菌属[65]；肉鸡中枯草芽孢杆菌提升肠道绒毛高度/隐窝深度比值更显著，蛋鸡产蛋期则乳酸杆菌属降低肠道通透性更优[63-65]。益生元使用具有动物特异性，肉鸡中低聚果糖、犊牛中菊粉效果更佳[66,67]。合生元协同效应突出，仔猪、犊牛相关合生元腹泻率分别低至2.41%、3.5%以下，且肠道短链脂肪酸含量显著提升[70,71]。从跨模型来看，制剂对仔猪、犊牛的腹泻缓解效果（25%～35%）优于禽类（15%～25%）。制剂特性、动物自身条件、应用场景等均影响使用效果，如益生菌菌株功能有别，幼龄动物响应更强，病原感染时合生元更优，适宜剂量与提前干预效果更佳[64,65,68]；目前研究存在异质性高、跨物种标准化不足等问题，未来需开展标准化试验，结合多组学解析机制，推动精准应用。
3.2 营养调控
营养调控在于优化日粮配方与添加功能性饲料添加剂。优化日粮配方需关注可消化性、纤维水平及蛋白来源与水平，如通过提高可消化蛋白比例减少后肠未消化蛋白的发酵，从而抑制病原菌增殖（图5）。张龙舟等[73]指出，日粮中可溶性纤维的合理添加可促进乳酸菌等有益菌定植，而过高纤维则可能加剧后肠发酵负担。在功能性饲料添加剂方面，有机酸及其盐通过降低肠道pH值，选择性抑制大肠杆菌等病原菌生长，同时促进双歧杆菌增殖。Winiarska-Mieczan等[74]证实丁酸盐可增强肠绒毛高度/隐窝深度比，改善肠道形态并降低腹泻率。而不同种类畜禽所需要的要求也不同，如猪需平衡蛋白与纤维比例，避免后肠发酵紊乱。断奶仔猪日粮中添加0.025%胆汁酸，可缓解陈化粳稻糙米替代玉米引发的菌群失衡，提升盲肠乳杆菌丰度[75]；低纤维高蛋白日粮易致仔猪肠道通透性增加，需搭配丁酸梭菌维持屏障功能；鸡注重饲料消化率与肠道环境适配。肉鸡日粮中添加酶制剂（如植酸酶）可降低食糜黏度，减少兼性厌氧菌增殖[35]；蛋鸡产蛋期补充β-葡聚糖，可激活肠道巨噬细胞，提升免疫应答，效果优于其他添加剂；牛重点优化瘤胃发酵底物。奶牛日粮中添加Saccharomycescerevisiae发酵产物，可降低黄曲霉毒素B1对瘤胃菌群的破坏，维持拟杆菌门丰度稳定；犊牛代乳料中添加乳糖可促进双歧杆菌增殖，避免乳酸积累引发的酸中毒[12]。
3.3 合理使用抗生素与寻求替代品
精准用药要求依据病原诊断结果选择性使用抗生素，避免预防性滥用，以减轻对肠道菌群稳定性的破坏（图6）。Upadhaya等[79]指出抗生素滥用会显著降低微生物多样性、增加耐药基因转移风险并削弱宿主免疫功能。替代品探索聚焦于靶向性强且不易诱发耐药性的方案：噬菌体通过特异性裂解病原菌发挥治疗作用，Desiree等[80]的荟萃分析证实噬菌体疗法可使猪体内目标病原菌载量显著降低，且对幼龄动物效果更优；抗菌肽通过破坏病原菌膜结构实现广谱抗菌，Peng等[81]强调其在维持肠道屏障完整性及调节菌群分布中的核心作用；卵黄抗体则通过中和病原体毒素控制腹泻，王通[82]研发的抗ETEC多价卵黄抗体对菌毛抗原效价达1∶32000，灌胃治疗显著降低大鼠腹泻率并缓解肠道炎症。
3.4 粪菌移植
粪菌移植（Fecal microbiota transplantation，FMT）是将健康供体的全肠道微生物群通过移植至患病受体肠道内，以重建肠道微生态平衡的治疗技术。在畜禽腹泻防治中，尤其针对幼龄动物，FMT展现出可观潜力，Kim等[83]犊牛试验表明，FMT可显著降低腹泻发生率，促进肠道菌群成熟化，并提升生长性能。Su等[84]在腹泻仔猪模型中证实FMT能重塑菌群结构，上调有益菌群并修复肠黏膜屏障功能。韩齐[85]进一步指出人工哺乳仔猪经FMT干预后日增重提高15.2%，且结肠炎症通路（如NF-κB）表达下调。标准化制备流程中，Hu等[86]强调新鲜粪菌需在2 h内处理，冻存时需添加甘油保护剂，而自动化制备设备（如GenFMTer）可降低不良反应风险。Bell等[87]发现FMT对幼驹腹泻缓解率无统计学显著提升，提示需优化移植时机与频次。FMT通过微生物群整体移植实现肠道生态重建，为畜禽腹泻提供了创新干预策略。
4 结语与展望
当前研究发现畜禽肠道菌群失调会引起菌群结构及功能失衡，通过削弱黏液屏障、下调连接蛋白表达、过度释放促炎因子等行为，诱导肠上皮能量代谢紊乱与运动功能失调，从而使畜禽发生渗透性分泌性腹泻。微生态制剂、营养调控及粪菌移植等人为对畜禽肠道菌群进行靶向重建的干预手段，在降低腹泻发生率、替代抗生素治疗方面具有巨大潜力，但其作用效能受限于菌株定植的稳定性、剂量-效应的关系及跨物种的差异性。
然而，现有研究对宿主-菌群互相作用的分子路径尚不明晰，尤其是缺乏特定病原背景下的动态网络模型；而微生态制剂、FMT等特定人为干预方式在稳定性、标准化供体筛选、制备质控及生物安全监管等方面还有待深入探究，多组学数据整合深度不足，难以量化菌群-代谢-免疫-表型的因果链关系。
未来应聚焦畜禽腹泻防控的核心瓶颈与产业需求，深度解析关键功能菌群（如产短链脂肪酸的双歧杆菌、丁酸梭菌，抑病性乳酸杆菌等）的特异性作用节点，明确其在维持黏液屏障、调节免疫平衡中的信号转导机制，包括SCFAs通过GPR41/GPR43受体调控代谢、益生菌下调Fas/FasL凋亡通路的分子网络等。同时，针对现有制剂定植效率低、跨物种适配性差的问题，研发兼具高抗逆性与靶向性的新一代微生态制剂，通过菌株筛选与基因工程改造，优化益生菌-益生元协同组合，建立标准化评价体系。此外，需深度融合宏基因组、宏转录组、代谢组等多组学数据，系统构建“菌群-基因-代谢物-肠道表型”关联图谱，量化菌群与宿主的互作因果关系。最终整合上述研究成果，推动建立“风险预警-精准干预-效果评估”的全链条防控体系，有效替代抗生素，为绿色健康养殖提供坚实的理论依据与高效的技术支撑。
